Macromicetos asociados con Carya illinoinensis en La Comarca Lagunera, México

Carya illinoinensis macrofungi in La Comarca Lagunera, Mexico

Abstract

Agroecosystems, such as Carya illinoinensis (pecan tree) orchards, represent an important and constantly growing economic activity in La Comarca Lagunera, Mexico. Most of the macromycetes associated with pecan tree are distributed in the first soil horizons and the plants rhizosphere. To collect the macromycetes associated with pecan trees, we conducted twice a week surveys from May to October 2018 covering 25 hectares of an orchard in La Comarca Lagunera, Mexico. To corroborate their taxonomic identification, we sequenced the DNA ITS region and performed Maximum Likelihood and Bayesian phylogenetic analyses. We found 5 species of macromycetes associated with pecan trees, 4 identified to species level (Agaricus deserticola, Candolleomyces luteopallidus, Tuber caryophylum, and Scleroderma cepa s.l.) and one potential new species (Candolleomyces sp.). Of these, C. luteopallidus is recorded for the first time in Mexico. The importance of fungal diversity in this agroforestry system is discussed because saprobe fungi decompose organic matter and ectomycorrhizal fungi transfer macro and micronutrients essential for pecan trees growth and productivity.

Keywords: Agroecosystems; Fungal diversity; Candolleomyces; Tuber; Pecan tree 

Carya illinoinensis (Wangenh.) K.Koch (nogal pecanero) es la especie económicamente más importante del género Carya (Casales et al., 2018). Esta especie es nativa del sur de EUA, donde abunda en la cuenca del Mississippi en bosques de latifoliadas, principalmente encinos y también se distribuye en el norte de México, siendo más rara hacia el sur asociada a riveras (Bonito et al., 2011). Se cultiva principalmente por su nuez que es fuente de aceites, proteínas y exquisito sabor, siendo pocos los alimentos que superan su riqueza y digestibilidad (Villasante et al., 2019). La distribución de las especies de Carya al norte de México es el resultado de una buena adaptación ambiental. Al desarrollarse en zonas áridas tienen una menor densidad estomática foliar como un mecanismo adaptativo para reducir las pérdidas de agua por evapotranspiración (Sagaram et al., 2011). En la actualidad, en Coahuila y Durango, en la región conocida como Comarca Lagunera, el valor de la producción de nuez pecana ocupa el primer lugar entre los frutales de la zona, con un valor aproximado de 8,000 millones de pesos. La superficie plantada en 2020 fue de 103,711 ha con una producción de 116,224 toneladas, predominando las variedades Western y Wichita (SIAP, 2021).

El nogal pecanero crece de manera natural en bosques de latifoliadas, principalmente de encinos, con quienes comparte numerosos hongos ectomicorrízicos. En huertas comerciales presenta asociaciones simbióticas con hongos ectomicorrízicos altamente especializados como: Astraeus, Gyrodon, Pisolithus, Russula, Scleroderma, Tuber y Tylopilus (Marx, 1971; Taber, 1984). El único trabajo que ha comparado la diversidad de hongos ectomicorrízicos entre nogal pecanero de huertos y de árboles nativos adyacentes es el de Ge et al. (2017). Ellos encontraron que los árboles nativos están dominados por los linajes: russula-lactarius (12 especies), tomentella-thelephora (7 especies), inocybe (4 especies), /tuber-helvella (3 especies) y amanita (3 especies). Dos terceras partes de estas especies también se encontraron en las raíces del nogal dentro de las huertas. De la diversidad de hongos asociados al nogal pecanero, destacan las especies de Tuber, de las que al menos T. brennemanii y T. floridanum son endémicas de huertas de nogal (Grupe et al., 2018). Estos hongos ectomicorrízicos proporcionan diferentes beneficios en términos de sobrevivencia, nutrición y productividad al nogal. 

En huertas de nogal pecanero se han encontrado también hongos saprobios que juegan un papel fundamental en el funcionamiento de este agroecosistema, pues descomponen la materia orgánica y reciclan los nutrientes en el suelo, constituyendo así un recurso forestal integral (Yun y Hall, 2004). Los macromicetos en las huertas de nogal pecanero están distribuidos en los horizontes superficiales del suelo y en la rizosfera de los árboles, manteniendo el funcionamiento, estructura y equilibro en las huertas (Córdoba-Chávez et al., 2014). Por lo tanto, es de suma importancia reconocer el valor ecológico de estos hongos, estudiar su diversidad y distribución (Ramírez, 2013). Este conocimiento se podría aprovechar para promover el crecimiento del nogal y favorecer su adaptación a los diferentes ambientes y condiciones climáticas (Tovar et al., 2004).

Materiales y métodos

Muestreo, caracterización e identificación morfológica

Para la realización de esta investigación se trabajó en un huerto de Carya illinoinensis de La Comarca Lagunera, situada en el municipio de Viesca, Coahuila (25°25’ N, 103°18’ O; 1,200 m snm) (fig. 1). El huerto se maneja de acuerdo al paquete tecnológico de producción de nogal pecanero (INIFAP, 2002), incluyendo el control de malezas por la técnica de “chapoleo” con licuadora mecánica, excluyendo así las prácticas de rastreo y movimiento de suelo. El huerto cuenta con un sistema de plantación marco real 12 × 12 m, un sistema de riego por goteo subsuperficial y un suelo de textura franco —arcillosa, con una capacidad de campo de 0.35 m³/m³ y un punto de marchitez permanente de 0.19 m³/m³. En esta localidad se realizaron recorridos en bloques de 5 km² en 5 sitios, se realizó la búsqueda y recolección de ejemplares de hongos que crecen espontáneamente, durante 9 meses, comprendidos entre mayo y noviembre de 2018. Los cuerpos fructíferos de los hongos se recolectaron haciendo una revisión de ramas, arbustos, hojarasca y suelo. Cada espécimen se depositó en papel encerado marcado con sus datos de recolecta. Para cada recolecta se realizó registro fotográfico y observaciones como tamaño, color, forma, etc. Los colores de los hongos se registraron usando la guía de colores de Munsell (1954). Para identificar las estructuras microscópicas se analizaron preparaciones temporales con KOH al 5% y reactivo de Melzer en microscopios Velab VE–B3 y ZEISS Scope A1. Se identificaron los ejemplares de acuerdo a los trabajos taxonómicos de Kerrigan (2016), Wächter y Melzer (2020), Guzmán et al. (2013), Healy et al. (2016) y Sánchez-Ledesma et al. (2022). Para el arreglo taxonómico se siguió la clasificación del catálogo de autoridades taxonómicas de los hongos en México (Conabio, 2014) y la clasificación de Index Fungorum (http://www.indexfungorum.org). Se complementaron las identificaciones taxonómicas con análisis filogenéticos para los que se secuenció el ADN de 1 o 2 ejemplares por cada morfoespecie. 

Actualmente, el uso de códigos de barras genéticos es una herramienta en la identificación rápida de especies que tiene como propósito, el uso sustentable, la conservación y el conocimiento de la biodiversidad (Bickford et al., 2007; Paz et al., 2011). En este trabajo, además de generar los códigos de barras genéticos, usamos las secuencias de ADN para complementar las identificaciones taxonómicas con análisis filogenéticos para cada uno de los géneros encontrados.

El ADN fue extraído con el método de CTAB y amplificado por PCR en reacciones de 25 µl de acuerdo a Sambrook et al. (1989). Las reacciones consistieron en 2.5 µl de buffer de PCR 10X, 2.0 µl de MgCl 2.5 Mm concentración final, 2.0 µl de dNTPs (CA, USA) 2.0 µl de cada primer de 10 picomoles/µl concentración final, 0.2 µl, (1.5 U) de Taq polimersa (GoTaq®, Flexi ADN Polymerase, Promega, WI), 11.3 µl de agua de grado MiliQ y 3 µl de ADN. La región de los interespaciadores ribosomales (ITS) se amplificó con los oligonucleótidos ITS4 e ITS5 (Vrain et al., 1992). El programa de PCR consistió en un ciclo inicial a 94 °C por 3 min, seguido de 34 ciclos de las temperaturas 94, 51 y 72 °C durante 1 min y una extensión final a 72 °C durante 8 min. La amplificación se llevó a cabo en un termociclador MiniAmp Plus Thermal Cycler.

El ADN, así como los productos de PCR fueron revisados en geles de agarosa al 0.8 y 1.5%, respectivamente. Se utilizó como amortiguador TBE al 0.5% (tris base, ácido bórico, EDTA al 0.5M, pH 8.0). Las muestras fueron teñidas con Gel Red® y se empleó un marcador de peso molecular de 100 pb (Axygen) como referencia. Los geles fueron fotografiados en un fotodocumentador Multidoc-IT (UVP®, Analytik Jena Company, CA). 

Tabla 1

Lista de secuencias de ADN ITS utilizadas en los análisis filogenéticos. Las secuencias generadas en este trabajo están en negritas.

Taxón	GenBank	Referencia
Agaricus aridicola	KT951331	Zhao y Zhou, 2015
Agaricus aridicola	JF797195	Zhao y Zhou, 2015
Agaricus arrillagarum tipo	NR158301
Agaricus arvensis	AJ887993	Didukh y Vilgalys, 2005
Agaricus augustus	JF797193	Vu y Groenewald, 2017
Agaricus augustus	MH854667	Vu y Groenewald, 2017
Agaricus augustus	MH859051	Vu y Groenewald, 2017
Agaricus augustus	KJ847461	Vu y Groenewald, 2017
Agaricus bellanniae tipo	NR144990
Agaricus comtulus	KM248904	Berube y Maaref, 2014
Agaricus deserticola	KM349613	Kerrigan, 2014
Agaricus deserticola	JF896228	Kerrigan y Callac, 2011
Agaricus deserticola	HM488747	Vellinga y Sysouphanthong, 2011
Agaricus deserticola	MZ092920	Sánchez-Ledesma et al., 2023
Agaricus didymus tipo	NR144990
Agaricus diminutivus	AY484681	Geml y Geiser, 2004
Agaricus diminutivus	KM248905	Berube y Maaref, 2014
Agaricus dulcidulus	KF447894	Parra, 2013
Agaricus edmondoi	KF447902	Parra, 2013
Agaricus edmondoi	KT951326	Zhao y Zhou, 2015
Agaricus evertens	MK550894	Clements, 2020
Agaricus evertens	MT303143	Clements, 2020
Agaricus fiardii	HM862464	Kerrigan, 2010
Agaricus friesianus	KT951316	Zhao y Zhou, 2015
Agaricus friesianus	KJ877787	Kerrigan, 2014
Agaricus gemellatus	KJ859081	Kerrigan, 2014
Agaricus gemellatus	KJ859082	Kerrigan, 2014
Agaricus jacobi tipo	NR119951
Agaricus julius tipo	NR144991
Agaricus kerriganii	KT951333	Zhao y Zhou, 2015
Agaricus kerriganii	MN992293	Landry y Berube, 2020
Agaricus kerriganii	MF954612	Berbee y Bazzicalupo, 2017
Agaricus kerriganii	KT951306	Zhao y Zhou, 2015
Agaricus lanipes	JF97190	Didukh y Vilgalys, 2005
Agaricus longistipes tipo	NR151748
Agaricus marisae	JF797182	Callac y Parra, 2011
Agaricus matrum	KT951310	Zhao y Zhou, 2015
Agaricus megalosporus tipo	NR119951
Agaricus parvibrunneus	MG137001	He y Hyde, 2017

Tabla 1. Continúa
Taxón	GenBank	Referencia
Agaricus purpulesquameus tipo	NR157484	Bellchambers y Alvarado, 2018
Agaricus purpurellus	MH620768	Bellchambers y Alvarado, 2018
Agaricus purpurellus	KU975076	Callac y Parra, 2011
Agaricus purpurellus	KF447903	Parra, 2013
Agaricus sandianus tipo	NR144995
Agaricus sp.	KM349614	Kerrigan, 2014
Agaricus sp.	KX657047	He y Chen, 2017
Agaricus sp.	JF691540	Zhao y Karunarathna, 2011
Agaricus wariatodes	JF495054	Zhao y Karunarathna, 2011
Candolleomyces badhyzensis tipo	KC992883	Larsson y Orstadius, 2013
Candolleomyces badiophylus	FN430699	Nagy, 2011
Candolleomyces bivelatus	MF325962	Garbelotto y Dovana, 2017
Candolleomyces cacao tipo	NR_148106	Desjardin y Perry, 2017
Candolleomyces candolleanus tipo	KM030175	Larsson, 2014
Candolleomyces cladii-marisci	MK080112	Sicoli y Passalacqua, 2019
Candolleomyces efflorescens	KC992941	Larsson y Orstadius, 2013
Candolleomyces halophilus	MG825900	Broussal y Mir, 2018
Candolleomyces hymenocephalus	FJ168609	Paiva de Carvalho y Mesquita, 2018
Candolleomyces leucotephrus	KC992885	Larsson y Orstadius, 2013
Candolleomyces littoralis	MG825901	Broussal y Mir, 2018
Candolleomyces luteopallidus	MG734736	Yan y Bau, 2018
Candolleomyces luteopallidus	MZ092918	Sánchez-Ledesma et al., 2023
Candolleomyces luteopallidus tipo	KC992884	Larsson y Orstadius, 2013
Candolleomyces pseudocandolleanus	KY120973	Bau y Yan, 2016
Candolleomyces rogueianus	MW412407	Gordon, 2020
Candolleomyces sp.	MZ092922	Sánchez-Ledesma et al., 2023
Candolleomyces sp.	MZ092923	Sánchez-Ledesma et al., 2023
Candolleomyces sp. BAB-4828	KU571537	Joshi y Bhatt, 2016
Candolleomyces sp. BAB-4913	KR155010	Patel y Bhatt, 2015
Candolleomyces sp. BAB-4964	KR155054	Patel y Bhatt, 2015
Candolleomyces subsingeri	MG734725	Yan y Bau, 2018
Candolleomyces subsingeri tipo	NR_160505	Yan y Bau, 2018
Candolleomyces sulcatotuberculosus	KJ138422	Larsson, 2014
Candolleomyces trinitatensis	KC992882	Larsson y Orstadius, 2013
Candolleomyces tuberculatus	KC992886	Larsson y Orstadius, 2013
Candolleomyces typhae	DQ389721	Larsson y Orstadius, 2013
Scleroderma areolatum	EU819438	Palmer y Lindner, 2008
Scleroderma areolatum	EU819518	Palmer y Lindner, 2008
Scleroderma areolatum	FM213351	Phosri y Martin, 2009
Scleroderma areolatum	FM213352	Phosri y Martin, 2009
Scleroderma areolatum	FM213353	Phosri y Martin, 2009
Scleroderma bovista	EU819517	Palmer y Lindner, 2008
Scleroderma bovista	AB211267	Nara, 2005
Scleroderma bovista	GQ267487	Walbert y Ramsfield, 2010
Scleroderma cepa	FM213354	Phosri y Martin, 2009
Scleroderma cepa	MT005950	Scholler, 2020
Scleroderma cepa s.l.	MZ092921	Sánchez-Ledesma et al., 2023
Scleroderma citrinum	EU784414	Brock y Doring, 2009
Scleroderma citrinum	GQ166907	Avis y Leacock, 2009
Scleroderma dictyosporum	FJ840443	Sanon y Ba, 2009
Scleroderma dictyosporum	FJ840449	Sanon y Ba, 2009
Scleroderma laeve	EU718117	Wilson y Binder, 2008
Scleroderma macalpinei	EU718122	Wilson y Binder, 2008
Scleroderma meridionale	EU718121	Wilson y Binder, 2008
Scleroderma michiganese	EU819441	Palmer y Lindner, 2008
Scleroderma michiganese	FM213347	Phosri y Martin, 2009
Scleroderma patagonicum	HQ688788	Nouhra y Hernandez Caffot, 2012
Scleroderma patagonicum	HQ688789	Nouhra y Hernandez Caffot, 2012
Scleroderma polyrhizum	FM213349	Martin, 2009
Scleroderma polyrhizum	FM213350	Phosri y Martin, 2009
Scleroderma septentrionale	FM213336	Phosri y Martin, 2009
Scleroderma sinnamariense	FM213356	Phosri y Martin, 2009
Scleroderma sp.	MG211107	Yuan y Jin, 2017
Scleroderma sp. JZBHM008	KM048204	Xu y Li, 2014
Scleroderma sp. UNSCL7	FM213343	Phosri y Martin, 2009
Scleroderma suthepense tipo	NR_132871	Kumla y Suwannarach, 2012
Scleroderma verrucosum	FJ840461	Sanon y Ba, 2009
Scleroderma verrucosum	AJ629886	Phosri y Martin, 2009
Tuber lyonii	EU268568	Bruhn y Pruett, 2007
Tuber lyonii	FJ748911	Bonito y Vilgalys, 2009
Tuber lyonii	MT156465	Smith y Healy, 2020
Tuber lyonii	MT156509	Smith y Healy, 2020
Tuber lyonii	EF202594	Bruhn y Pruett, 2007
Tuber lyonii	EU268567	Bruhn y Pruett, 2007
Tuber caryophilum tipo	MZ092919	Sánchez-Ledesma et al., 2022
Tuber sp. 11 GB-2010	GQ221453	Murat y Jeandroz, 2009
Tuber sp. 64 GB-2010	HM485425	Bonito y Gryganskyi, 2010
Tuber sp. 65	JQ925648	Bonito y Gryganskyi, 2010
Tuber sp. 65 GB-2010	HM455426	Bonito y Gryganskyi, 2010
Tuber sp. 66 GB-2010	HM485427	Bonito y Gryganskyi, 2010
Tuber sp. 79	JQ925649	Bonito y Smith, 2013
Tuber sp. GB-2009e	FJ809887	Bonito y Trappe, 2009
Tuber sp. scr709	DQ974798	Smith y Douhan, 2007
Tuber sp. SOC1404	JN022530	Frank y Southworth, 2011
Tuber sp. voucher FLAS: MES-646	MT156470	Smith y Healy, 2020
Tuber texense	HM485391	Bonito y Gryganskyi, 2010
Tuber umbillucatum	FJ797879	Frank y Southworth, 2011
Muestra ambiental de ectomicorriza	GU907784	Karpati y Handel, 2011

 

Los productos de PCR se secuenciaron en ambos sentidos en la compañía Macrogen Corp. (Rockville, MD), con los mismos primers de la PCR. Las secuencias nucleotídicas fueron editadas y alineadas en Geneious Prime® versión 2021, con el algoritmo de MUSCLE (Edgar, 2004). 

Los alineamientos fueron revisados de forma manual y las regiones ambiguas se excluyeron. Para los análisis filogenéticos se usaron las secuencias de ADN más cercanas obtenidas de la base de datos del Centro Nacional de Información Biotecnológica (NCBI), por medio del algoritmo BLAST (Altschul et al., 1990). También se incluyeron secuencias de referencia incluidas en análisis filogenéticos recientes de los géneros. El análisis de inferencia bayesiana se realizó en Mr.Bayes 3.2.5 (Huelsenbeck y Ronquist, 2001). El análisis de máxima verosimilitud se realizó con RAxML.7.2.6 (Stamatakis, 2006). El modelo de substitución de nucleótidos se eligió por los criterios de información de Akaike en jModelTest (Posada, 2008). En todos los casos, el análisis bayesiano se realizó con un modelo sustitución de nucleótidos JC69, radio de variación gamma, 4 cadenas de Montecarlo, 2 millones de generaciones, muestreando cada 200, descartando el primer 20% y calculando las probabilidades posteriores bayesianas (PPB) para el soporte de las ramas. El análisis de máxima verosimilitud utilizó el modelo de sustitución de nucleótidos JC69 con 1,000 réplicas de bootstrap (MLB). Para Candolleomyces, Agaricus sección arvenses, Tuber sección rufum y Scleroderma, el árbol se enraizó con C. typhae DQ389721, Agaricus sp. KY366488, Tuber sp. JQ925649 y Scleroderma polyrhizum FM213349, respectivamente. En todos los géneros se consideró informativo cuando el valor de bootstrap fue ≥ 70% y la probabilidad posterior fue ≥ 0.9. Las secuencias generadas en este estudio están disponibles en GenBank bajo los números de acceso MZ092918-MZ092923 (tabla 1). 

Resultados

Basados tanto en caracteres morfológicos como análisis filogenéticos, se encontraron 5 especies de hongos en la huerta de nogal pecanero, 4 identificadas a nivel de especie (Agaricus deserticola, Candolleomyces luteopallidus, Tuber caryophilum y Scleroderma cepa s.l.) y una especie potencialmente nueva (Candolleomyces sp.) (fig. 2).

 

 

 

 

Los análisis filogenéticos demuestran que la muestra st4 se ubicó en Agaricus (fig. 3) dentro del clado de A. deserticola con un buen soporte (PPB = 0.97, MLB = 90). Esta especie es el grupo hermano de A. evertens (PPB = 1, MLB = 95) con un porcentaje de similitud nucleotídica (% SM) de 98.6%. Las muestras st2, st27 y st28 pertenecen a Candolleomyces (fig. 4). La muestra st2 se ubicó dentro del clado de C. luteopallidus con un buen soporte (PPB = 1, MLB = 77). Esta especie es el grupo hermano de C. halophilus y C. littoralis (PPB = 0.99, MLB = 73) (% SM = 96.3%). Por su parte, las muestras st27 y st28 forman un clado independiente, posiblemente relacionado con C. efflorescens (PPB = 0.8, MLB = 40) (% SM = 95.6%) y con un conjunto de muestras identificadas como Candolleomyces sp. (PPB = 0.86, MLB = 42). La muestra st26 se ubicó en Scleroderma (fig. 5) en un clado con numerosas secuencias identificadas como Scleroderma sp. (FM213343, MG212207), S. malcapinei (EU218122), S. laeve (EU718117) o S. cepa (MT005950) con un buen soporte de (PPB = 1, MLB = 92). Estas secuencias, junto con FM213354 y FM213343, pertenecen al complejo de S. cepa s.l. y son el grupo hermano de S. areolatum (PPB = 1, MLB = 78) (% SM = 95.4%). La muestra st3 se ubicó en Tuber (fig. 6) junto con la secuencia del ejemplar FLAS: MES-646 identificada como Tuber sp. en un clado con poco soporte (PPB = 0.69, MLB = 51). Este clado es el grupo hermano de Tuber texense (PPB = 1, MLB = 95) (% SM = 94.4%). 

Descripción 

Agaricus deserticola

Carpóforo secotioide, píleo subgloboso a ovoide, blanco a pardo a veces escamoso, margen que se fusiona con el estípite durante el desarrollo. No forma láminas, las esporas se encuentran dentro de la gleba. Píleo de 2-6 cm de diámetro, estípite de 5-20 cm de alto y de 10-13 mm de ancho. Contexto blanco que con la desecación y edad adquiere tonos amarillos. Esporas violetas ovales de 7-9 × 4-6 µm. Se encontró en junio-julio, en zonas de la huerta donde hay escasez de agua y riego por goteo subsuperficial, abundante luz y árboles de poco follaje. 

Material estudiado: Sánchez-Ledesma st4, huerto de C. illinoinensis Tierra Blanca, Viesca, Coahuila, 4 de julio 2018, MEXU 30228.

Comentarios taxonómicos

Morfológicamente, el ejemplar st4 de A. deserticola corresponde completamente con la descripción de la especie (sensu Moreno et al., 2010) y presentó una similitud nucleotídica entre 99.4 y 100%, con secuencias de ejemplares de esta especie provenientes del suroeste de EUA. Primera vez que se reporta en plantaciones de C. illinoinensis y en Coahuila.

Candolleomyces luteopallidus

Carpóforo con píleo acampanado de 10-20 mm de ancho, marrón que se decolora a blanco, cutícula lisa, estriado. Los cuerpos fructíferos jóvenes tienen colores más intensos que los viejos. Láminas agrietadas, al principio blancas luego púrpuras. Carne frágil, inodora, muy escasa, estípite delicado, de 1-3 cm, aterciopelado, marrón. Esporas (3-6) × (4-5) µm, lisas, rojizas en agua y marrón oscuro en KOH al 5%, elipsoides, cilíndricas ocasionalmente subovoides, con poro germinativo central pequeño. Se encontró abundantemente a inicios de otoño, crecen adheridos a la corteza de los árboles, se considera un hongo saprofito que se alimenta de la corteza.

Material estudiado: Sánchez-Ledesma st2, huerto de C. illinoinensis Tierra Blanca, Viesca, Coahuila, 21 de mayo 2018, MEXU 30229.

Comentarios taxonómicos

Morfológicamente, el ejemplar st2 de C. luteopallidus corresponde bien con la descripción de la especie (sensu Smith, 1972) y presenta una similitud nucleotídica de 99.5% con el holotipo de esta especie (tabla 2). Primer registro de la especie para México y primer reporte en huertas de nogal pecanero.

Tabla 2

Similitud nucleotídica de los hongos asociados a Carya illinoinensis con los registros de la base de datos del GenBank. En todos los casos la probabilidad de error “e-value” fue igual a cero.

Número de acceso en GenBank	Taxón	Secuencia más cercana en GenBank	Porcentaje de similitud nucleotídica
MZ092918	Candolleomyces luteopallidus st2	Candolleomyces luteopallidus (holotipo) KC992884	99.5
MZ092919	Tuber caryophilum st31	Tuber sp. MT156470	97
MZ092920	Agaricus deserticola st4	Agaricus deserticola HM488747	100
MZ092921	Scleroderma cepa s.l. st26	Scleroderma FM213343	100
MZ092922	Candolleomyces sp. st27	Candolleomyces sp. KY563654	99.1
MZ092923	Candolleomyces sp. st28	Candolleomyces sp. KY563655	99.1

Candolleomyces sp. 

Carpóforo con píleo más o menos acampanado, que oscila entre 4-8 cm de ancho, después se vuelve convexo con el borde enrolado, cutícula lisa, estriado en la parte superior con el centro marrón, higrófano que cambia de gris a gris salmón. Láminas marrón a crema, en ocasiones blancas. Estípite delicado, aterciopelado blanco a crema de 1-8 cm. Contexto frágil, inodoro y muy escaso. Esporas alargadas negruzcas de 6-8 × 4-5 µm, lisas, de color marrón en agua y marrón oscuro en KOH, con poro germinativo central. Saprófito encontrado de mayo a agosto entre la maleza de la huerta. 

Material estudiado: Sánchez-Ledesma st27, huerto de C. illinoinensis Tierra blanca, Viesca, Coahuila, 17 de mayo 2018, MEXU 30230; Sánchez-Ledesma st28, 8 de junio 2018, MEXU 30231.

Comentarios taxonómicos

Morfológicamente, Candolleomyces sp. es muy similar a C. candolleanus el cual es un complejo de especies (antes conocido como Psathyrella candolleana) con una gran variación morfológica y amplia distribución geográfica (Al-Habib et al., 2014; Wächter y Melzer, 2020). Los ejemplares identificados como Candolleomyces sp. (st27, st28) presentan una similitud nucleotídica de 99.1% con múltiples muestras identificadas como Psathyrella sp. de la India. Todos estos ejemplares se ubican filogenéticamente en el complejo de C. candolleanus (fig. 4), por lo que podría tratarse de una especie no descrita, aunque hace faltan secuencias de varios holotipos del género.

Scleroderma cepa s.l. 

Carpóforos globosos con grietas irregulares, un poco escachados con un exoperidio marcado con escamas poligonales. Cuando inmaduro la gleba es blanca con tonos verdes con una pequeña retícula blanca, después se vuelve gris. Cuando maduro la gleba se vuelve negra violácea y el peridio se rompe por la zona apical y expulsa las esporas pulverulentas. Gleba con olor desagradable. Pseudoestípite radicante con abundante micelio blanquecino-amarillento. En el himenio hay basidios esféricos, hifas emergentes, esporas esféricas con espinas aisladas, sin crestas de conexión de 8-9 × 12-14 μm. Fructifica desde julio a noviembre, siendo más abundante en septiembre y octubre.

Material estudiado: Sánchez-Ledesma st26, huerto de C. illinoinensis Tierra Blanca, Viesca, Coahuila, 3 de septiembre 2018, MEXU 30232.

Comentarios taxonómicos

La secuencia del ejemplar st26 es muy similar (99.7-100%) a decenas de secuencias de ejemplares identificados mayoritariamente como S. cepa, S. laeve o S. malcapinei. Debido a que las especies de este clado son muy plásticas morfológicamente y no existen secuencias de los ejemplares tipo, conservadoramente la identificamos como S. cepa s.l.

Tuber caryophilum 

Ascoma hipogeo, globoso a subgloboso, irregular, marrón, sin cambio de color al tacto, venas blancas finas, cerradas y numerosas, con 4-6 verrugas en 1 mm, sólido, superficie seca separable con dermatocistidios y surcos blancos. Peridio de l20 ± 13 µm de grosor, epicutis pseudoparenquimatoso 92 ± 10 µm de ancho, células isodiamétricas 0.5-1 µm de ancho. Subcutis 27 ± 4 µm de grosor delimitado por el epicutis, entretejido por hifas postradas o entrelazadas de 4-5 µm. Esporas de 8-3 × 4-6 µm, hialinas marrón en KOH, paredes 2 µm de grosor. Se encontró en el mes de septiembre, solitario a gregario a 3 cm de profundidad.

Material estudiado: Sánchez-Ledesma st3, huerto de C. illinoinensis Tierra Blanca, Viesca, Coahuila, 3 de agosto 2018, MEXU 30227.

Comentarios taxonómicos

Tuber caryophilum presentó un valor de 97% de similitud nucleotídica con el ejemplar FLAS: MES-646 identificado como Tuber sp. procedente de Texas, EUA. Los ejemplares recolectados en este estudio se usaron recientemente para la descripción de esta especie (Sánchez-Ledesma et al., 2022). Se trata de una especie micorrízica de C. illinoinensis distribuida en el norte de México y sur de EUA.

Discusión

Agaricus cuenta con aproximadamente 500 especies en el mundo (Kirk et al., 2008; Palestina-Villa et al., 2020). En México se han reportado 53 nombres válidos distribuidos en 28 estados (Palestina-Villa et al., 2020). Para A. deserticola se tienen registros de Baja California, Chihuahua y Sonora. Se ha encontrado, principalmente, en hábitats secos o semiáridos, tales como desierto, pradera, matorrales de salvia costera, campos, céspedes y zonas urbanas, así como en bosques de Quercus y bosques de espinas (Harding, 1957; Moreno et al., 2010; Palestina-Villa et al., 2020; Quiñones et al., 1999). 

Candolleomyces es un género agarical recientemente segregado de Psathyrella, el cual se subdivide en 13 subclados monofiléticos con numerosas especies no descritas y complejos de especies con alta variación morfológica (Wächter y Melzer, 2020). Candolleomyces luteopallidus es una especie rara, con pocos registros a nivel mundial, aunque se ha reportado en ecosistemas de árboles de interés forestal como una plantación joven de olivos en Europa (Muñoz y Caballero, 2012). Secuencias de ADN de muestras ambientales de esta especie se han encontrado en suelo de matorral xerófilo y raíces de pastos de zonas semidesérticas en el norte de México y sur de EUA. Candolleomyces sp. pertenece al complejo de C. candolleanus, una especie común en América del Norte y América del Sur, que en México se encuentra registrada en el trópico, en bosques mesófilos y bosques de pino en el Cofre de Perote, Veracruz (Guzmán et al., 1988; Smith, 1972). 

Las especies de Scleroderma son hongos gasteroides en la familia Sclerodermataceae, tienen una distribución cosmopolita y son simbiontes ectomicorrízicos de distintos hospederos como Castanea, Quercus, Fagus, Nothofagus, Pinus, Prunus y orquídeas, desde zonas tropicales hasta áridas (Cruz et al., 2017; González-Chávez et al., 2018; Phosri et al., 2009). Se ha registrado en Europa y Norteamérica, Chile, Argentina, Brasil, Tailandia, etc. (Cruz et al., 2017; Gurgel et al., 2008; Kumla et al., 2013; Nouhra et al., 2012). En México, se tienen registros de 21 especies de Scleroderma, siendo la más común S. nitidum (Guzmán et al., 2013). Específicamente, se han reportado en la Costa del Pacífico, Puebla, Veracruz y en Chihuahua (González -Chávez et al., 2018; Guzmán et al., 2004; Rivero et al., 1999; Tarango, 2004). Además, en este último estado se tienen registros de ectomicorrizas en huertas de nogal pecanero (Rivero et al., 1999; Tarango, 2004). Los datos corroboran que S. cepa s.l. es un simbionte ectomicorrízico del nogal pecanero en La Comarca Lagunera de manera abundante y natural. Existen registros de S. cepa asociada con Quercus pubescens y Fagus sylvatica (Mrak et al., 2017). Por la amplia y abundante distribución de Scleroderma, se propone muestrearla más ampliamente en las huertas de nogal pecanero en el sur de EUA y el norte de México, con el fin de aumentar el conocimiento sobre la micorrización de C. illinoinensis con Scleroderma spp.

Tuber forma ectomicorrizas con árboles de interés forestal como castaños, robles y nogales (Benucci et al., 2012a; Bonito et al., 2011). El género tiene una distribución geográfica amplia, se han reportado más de 30 especies en Europa, particularmente Portugal, España, Francia e Italia (Benucci et al., 2012b). Para México se tienen registradas 13 especies, distribuidas en el norte, centro y sur, siendo los estados más ricos Nuevo León y Tamaulipas (Bonito et al., 2013; Guevara et al., 2013). Tuber caryophilum pertenece al complejo de T. lyonii (sensu Healy et al., 2016) junto con T. texense. Esto es interesante, ya que estas 3 especies se desarrollan en huertas de nogal pecanero; T. texense y T. lyonii reportadas al sur de EUA y Tuber caryophilum reportada anteriormente (como Tuber sp.) en huertas de C. illinoinensis en México, en particular, en el estado de Chihuahua (González-Chávez et al., 2009; Tarango et al., 2004). 

En general, las plantaciones de C. illinoinensis tienen poca diversidad de macromicetos, aunque es importante señalar que durante las recolectas observamos que las especies identificadas fructifican abundantemente en la huerta cubriendo amplias superficies. Si bien existe cierto conocimiento sobre los hongos ectomicorrízicos asociados al nogal, esta es la primera vez que se registran hongos saprobios como C. luteopallidus, Candolleomyces sp. y A. deserticola. Este trabajo contribuye al conocimiento de los macromicetos en plantaciones de C. illinoinensis con nuevos registros para La Comarca Lagunera de Coahuila y México.

Por lo anterior concluimos que, dada a la escasez de trabajos de identificación taxonómica y molecular de hongos asociados al nogal pecanero, la diversidad de macromicetos encontrada es un avance importante para entender su diversidad y función. Asimismo, es importante incrementar los inventarios de hongos en agroecosistemas donde presentan una relevante riqueza micológica. 

Agradecimientos

JASL agradece al Conacyt por la beca de posgrado. Parte de los recursos para biología molecular fueron aportados por el proyecto PAPIIT-UNAM (IN212521) otorgado a RGO.

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